嗅鞘细胞在神经系统损伤修复中的作用

　　作者：陈莉发1,余华荣2,李兵仓1    作者单位：(1.第三军医大学大坪医院野战外科研究所第六研究室创伤、烧伤与复合伤国家重点实验室,重庆 400042;2.重庆医科大学生理教研室，重庆 400016) 　　【摘要】  嗅鞘细胞是一种特殊的神经胶质细胞，也是目前唯一应用到临床治疗脊髓损伤的细胞。在神经系统损伤修复中，嗅鞘细胞具有改善损伤微环境、促进轴突再生、穿越胶质瘢痕、亲和神经元和导向神经再生方面的作用，为神经系统损伤修复及病变治疗提供了广阔的临床应用前景。

　　【关键词】  嗅鞘细胞;神经损伤;修复

　　ARepair effects of olfactory ensheathing cells on nervous system injury

　　CHEN Lifa,YU Huarong,LI Bingcang

　　(State Key Laboratory of Trauma，Burns and Combined Injury,Department 6,Institute of Surgery Research,

　　Daping Hospital,Third Military Medical University,Chongqing 400042,China)

　　Abstract： Olfactory ensheathing cells are specialized glial cells that have been exclusively used in clinical treatment of spinal cord injury.Olfactory ensheathing cells have many effects on repairing nervous system injury,such as improving lesion microenvironment,enhancing axon regeneration,crossing glue scar,affiliating neuron and guiding neural regeneration.Olfactory ensheathing cells have wide clinical perspect in repairing nervous system injury.

　　Key words:olfactory ensheathing cells;nervous system injury;repair

　　早在19世纪末，人们就发现低等脊椎动物如鱼类和两栖类外周和中枢神经均可再生，但哺乳动物，只有外周神经损伤后可以再生，中枢神经则无再生能力。外周神经系统(peripheral nervous system,PNS)与中枢神经系统(central nervous system,CNS)损伤后的重要区别在于：PNS的发芽可继续生长延伸，最终与靶器官形成功能联系，而CNS的发芽不能继续生长，继而夭折，纤维溃变，胞体死亡。自上世纪70年代以来，随着相关学科理论与技术的进步，逐步证明成年哺乳动物CNS具有很强的可塑性，当给损伤的中枢神经元提供一定的外部条件后，CNS可以再生。嗅鞘细胞(olfactory ensheathing cells,OECs)这一特殊的神经胶质细胞恰是中枢神经再生的外部条件，它们在中枢神经损伤后再生中发挥了重要作用[1]，本文对其在神经损伤修复中的作用综述如下。

　　1 OECs的生物学特性

　　1.1 分布 OECs分布于中枢和外周。中枢主要分布在嗅球，成熟嗅球从外到内可分为以下几层：嗅神经层、小球层、外丛层、僧帽细胞层、内丛层、粒层、髓层和室管膜层。OECs主要分布于嗅神经层和嗅小球层,取嗅球的最外两层做培养，可得到含量较高的OECs。在外周OECs分布在嗅黏膜内,因而也可以分离嗅黏膜内的OECs来修复脊髓损伤，且已应用于临床[2],这种自体移植修复无疑具有排除免疫排斥反应的优点。

　　1.2 形态学分型 OECs是介于星形胶质细胞与雪旺氏细胞间的亚型，形态特殊，主要分为两型：S细胞(Schwanncelllike OEC) 和A细胞(Astrocytecelllike OEC)[3]。S细胞形态呈梭形，表达低亲和力的神经营养因子受体P75(P75NTR)、S100蛋白和胶质纤维酸性蛋白(glial fibrillary acidic protein,GFAP);A细胞形态呈扁平状，表达中间丝、纤维连接蛋白和GFAP。P75NTR作为神经营养素的低亲和性受体，可促进神经营养因子(neurotrophic factor,NTF)与酪氨酸酶高亲和性受体接合，提高细胞对NTF的反应性，介导NTF促神经再生效应。OECs表面表达的P75NTR还可与再生环境中神经元的NgR(Nogo66 recptor)配体复合物发生相互作用，拮抗神经元的NgR信号通路，减少再生抑制分子的效应，促进神经再生。与雪旺氏细胞(Schwann cells,SCs)和星形胶质细胞相比，OECs呈P75NTR、GFAP双阳性反应，SCs和星形胶质细胞分别呈P75NTR、GFAP阳性反应，因此，人们常用P75NTR、GFAP及S100蛋白来鉴别OECs。另外，人类自然杀伤细胞抗原1(HNK1)、Ga1C只在星形胶质细胞和SCs表达，也可用这些标志物鉴别星形胶质细胞、SCs和OECs。

　　1.3 OECs的形态可塑性 Vandenpol等[4]研究发现OECs的形态、大小、迁移方向及有丝分裂变化速度很快。在培养系统和移植系统中,OECs有多种形态特征，但不同形态的OECs间的关系并不清楚。OECs具有较强的可塑性,并且依赖于外环境的刺激。在有血清的条件下，OECs能快速且可逆转地转变为扁平状,无血清则转变为双极状，这种自发地快速转换形态可能由RhoA信号通路所介导,但具体机制有待深入研究。OECs的这种可塑性特点可能对发育及成熟中的嗅神经轴突生长具有重要作用，也可能是其成功修复损伤神经的重要机制之一。

　　2 OECs对神经损伤的修复作用

　　2.1 改善损伤微环境 PNS与CNS再生能力不同的原因一方面是髓鞘细胞类型不同，前者是SCs，后者为少突胶质细胞，另一方面是两者所处微环境不同。CNS损伤后局部的星形胶质细胞、少突胶质细胞和小胶质细胞都能抑制轴突的生长。少突胶质细胞可产生很多重要的抑制性物质，包括NI35、NI2521(一种髓鞘相关阻断因子)和髓鞘相关糖蛋白(MAG)。原始少突胶质细胞则产生抑制性蛋白多糖NG2。正常情况下,星形胶质细胞虽能促进轴突再生，但损伤后所产生的一系列的抑制性蛋白多糖则释放硫酸软骨素蛋白聚糖(chondroitin sulfate proteoglycan,CSPG)，严重阻碍神经再生。小胶质细胞受刺激后能产生多种毒素，杀死神经元及受损的轴突。可见，CNS再生失败的主要原因是由于损伤微环境的不同及多种再生抑制分子的存在。

　　OECs分泌许多细胞膜表面分子，如层黏连蛋白(Laminin)、硫酸乙酰肝素蛋白多糖(heparan sulfate proteoglycans，HSPG)和Semaphorin3A等,这些分子不仅在OECs的迁移和嗅神经的生长发育过程中发挥重要作用,对改善局部微环境和促进神经再生也具有重要意义。Edmund等[5]研究发现，OECs分泌的富含半胱氨酸的酸性分泌蛋白(secreted protein acidic rich in cysteine,SPARC)，可诱导神经的再生修复，调节细胞对损伤环境的应答，改变有害的损伤环境，并启动内源性修复过程。OECs还具有高度的成血管性并能同宿主的血管形成连接[6],移植后早期就能诱导产生密集的微血管网,从而为损伤局部提供良好的血供，对神经的损伤修复起到促进作用。OECs也表达许多已知的NTF的信使RNA(mRNA)，如神经生长因子(nerve growth factor，NGF)、脑源性神经营养因子(brainderived neurotrophic factor,BDNF)、神经营养因子4/5(neurotrophin4/5,NT4/5)和神经调节蛋白 (neuregulin,NRG)的mRNA，但不表达神经营养因子3(neurotrophin3，NT3)和睫状神经营养因子(ciliary neurotrophic factor,CNTF)的mRNA[7]。遗憾的是，OECs并没有把这些表达的mRNA全部翻译成蛋白质，只有NGF、BDNF和NRG以蛋白的形式分泌到细胞外，NT4/5虽在细胞内被检测到，细胞外却无。尽管如此，OECs表达分泌的这些NTF在神经元的存活、分化以及轴突再生和髓鞘化等方面发挥了重要作用[8，9]，如NGF、BDNF可阻止髓鞘相关糖蛋白对轴突再生的抑制作用,NRG则调节少突胶质细胞祖细胞的增殖分化，以及神经上皮干细胞向损伤位点迁移。Cosgaya等[10]研究发现，给予外源性BDNF或者内源性NT3不足可以促进髓鞘形成，而给予外源性NT3则抑制髓鞘形成，表明在髓鞘再形成过程中，BDNF发挥正调节作用，NT3发挥负调节作用，OECs不表达NT3恰好降低了其对髓鞘再形成的负面作用。NT4/5表达后未被分泌到细胞外可能与调控反馈机制有关,其机制仍不清楚。

　　2.2 促进轴突再生 Geoffrey等[11]从形态学上证实了OECs促进并参与脊髓损伤后皮质脊髓束的再生，其显著特点是S细胞和A细胞的“协同作用”。在早期阶段，A细胞聚集成簇围绕在包裹轴突的S细胞周围，并融合成管穿越损伤点，紧接着，S细胞包裹轴突形成髓鞘，但并不像SCs那样包裹单根轴突，而是包裹成束的无髓神经纤维或多个直径小的轴突萌发的侧枝，其表面覆盖基底膜，从而避免与细胞外胶原接触，并将神经纤维与星形胶质细胞、少突胶质细胞和小胶质细胞隔开，避免了Nogo等内源性抑制蛋白对轴突再生的抑制作用。此外，OECs分泌的Laminin、细胞黏附分子等也可作为轴突生长的底物引导轴突的生长，它们与轴突生长锥表面的受体结合，改变生长锥内的骨架成分和第二信使的反应，最终引起轴突生长延伸。

　　2.3 穿越胶质瘢痕 无论是PNS还是CNS，损伤后都可发生一系列反应，即受损神经纤维远端溃变，近端发芽，损伤区周围的胶质细胞增多，巨噬细胞向损伤处迁移。除神经元突起外，神经元胞体也发生一系列变化，如结构蛋白质的合成增加，神经递质及相关酶合成减少等。在损伤反应中，星形胶质细胞最为活跃，表现为GFAP和CSPG分泌增加，增殖迅速，胞体及突起肥大，最终形成胶质瘢痕，这种胶质瘢痕的机械屏障作用是CNS再生失败的重要原因。OECs具有很强的黏附星形胶质细胞的能力,可在星形胶质细胞区移行，并促进再生轴突穿过胶质瘢痕[12]。除此而外，OECs与星形胶质细胞的紧密接触对后者的活性具有抑制作用，阻止或降低其释放抑制轴突生长的CSPG。因此，OECs具有抑制胶质瘢痕形成和阻止神经生长抑制因子合成的作用。

　　2.4 亲和神经元并导向神经再生 OECs与神经元有很强的亲和性，神经元可以附着在OECs上，然后与其一同迁移[4]。在OECs有丝分裂期间，神经元仍然附着在其母细胞或子细胞上，因而OECs的有丝分裂并不影响其与神经元的亲和性。更为奇特的是，死亡的神经元仍然可以附着于运动的OECs上好几个小时，其机制有可能是OECs与神经元之间存有黏附因子，这些黏附因子可能是宿主体内的层黏连蛋白、神经细胞黏附因子，以及OECs自身分泌的黏附因子。OECs与神经元及轴突的黏附不仅为神经再生提供了底物，其多种运动方式也提高了再生神经穿越损伤区的能力。

　　3 OECs修复神经损伤的争议

　　尽管很多研究证明，OECs在神经损伤修复中具有举足轻重的作用，但在某些细节上仍有争议，如Boyd等[13]将OECs移植到脊髓钳压伤模型内未能证实OECs成鞘作用，取而代之的是损伤后向中枢内迁移的SCs，OECs只是用其细长的突起覆盖SCs而已。OECs对SCs的趋化作用可能通过分泌SPARC而实现[5]，但具体机制并不清楚。然而，在X线辐射损伤脊髓[14]和后索横断损伤脊髓[15]模型内移植OECs，发现OECs可使髓鞘再形成。移植OECs的成鞘作用可能与不同损伤方式所致脊髓病理反应不同有关，OECs与SCs在神经损伤修复中谁起了重要作用也是目前争论的热点。

　　4 展望

　　神经再生长期以来就是神经科学基础与临床都很重视的问题，也是一个老大难问题。OECs作为神经损伤修复的重要候选细胞，有些基础问题仍待继续研究：(1)虽从形态及运动功能改善方面证实了OECs在神经损伤修复中的重要作用，但其修复神经损伤的分子机制并不清楚;(2)不同来源的OECs有多大差别，如嗅球与嗅黏膜以及不同种属动物的OECs在细胞行为和修复能力上有多少异同;(3)OECs在体内能否长期存活，如在“异位”长期生存，能否给机体带来不良后果;(4)如何从根本上鉴别OECs和SCs，寻找特异性标志物对解决目前争议和OECs移植工程具有重要意义[16]。虽然OECs已被应用于临床治疗脊髓损伤、肌萎缩侧索硬化症、脑瘫、卒中等疾病[17]，但解决这些基础问题无疑使OECs的临床应用更加安全、可靠，从而为人类神经系统损伤修复带来毫无异议的“福音”。

【参考文献】　　[1]Jeffery DK,Karen LL,Masanori S.Unique in vivo properties of olfactory ensheathing cells that may contribute to neural repair and protection following spinal cord injury[J].Neurosci Lett,2009,456(3)：137-142.

　　[2]Feron F,Cochrane PC,Licina JP,et al.Autologous olfactory ensheathing cell transplantation in human spinal cord injury[J].Brain,2005，128(12):2951-2960.

　　[3]Ramo CA,Nieto SM.Glial cells from adult rat olfactory bulb: immunocytochemical properties of pure cultures of ensheathing cells[J].Neuroscience，1992，47(1):213-220.

　　[4]Vandenpol AN,Santarelli JG.Olfactory ensheathing cells: time lapse imaging cellular interactions,axonal support,rapid morphologic shifts and mitosis[J].Comp Neurol,2003,458(2):175-194.

　　[5]Au E,Richter MW,Vincent AJ,et al.SPARC from olfactory ensheathing cells stimulates schwann cells to promote neurite outgrowth and enhances spinal cord repair[J].J Neurosci,2007,27(27):7208-7221.

　　[6]Bartolomei JC,Greer CA.Olfactory ensheathing cells: bridging the gap in spinal cord injury[J].Neurosurgery,2000,47(5):1057-1069.

　　[7]Boruch AV,Conners JJ,Storer PD,et al.Neurotrophic and migratory properties of an olfactory ensheathing Cell[J].Glia,2001,33(3):225-229.

　　[8]Pastrana E,MorenoFlores MT,Avila J,et al.BDNF production by olfactory ensheathing cells contributes to axonal regeneration of cultured adult CNS neurons[J].Neurochem Int,2007,50(3)：491-498.

　　[9]Stephen AR,Patricia EP.Mouse olfactory ensheathing glia enhance axon outgrow on a myelin substrate in vitro[J].Exp Neurol,2009,216(1):95-104.

　　[10]Cosgaya JM,Chan JR,Wu YJ,et al.Neurotrophins are key mediators of the myelination program in the peripheral nervous system[J].Proc Natl Acad Sci USA,2001,98(25):14661-14668.

　　[11]Geoffrey R，Ying Li,Pauline MF.Regeneration of adult rat corticospinal axons induced by transplanted olfactory ensheathing cells[J].J Neurosci,1998,18(24):10514-10524.

　　[12]Alessandra SS,Richard F,Susan C.FGF/Heparin differentially regulates schwann cell and olfactory ensheathing cell interactions with astrocytes: a role in astrocytosis[J].J Neurosci,2007,27(27):7154-7167.

　　[13]Boyd JG,Lee J,Skihar V,et al.LacZexpressing olfactory ensheathing cells do not associate with myelinated axons after implantation into the compressed spinal cord[J].PNAS，2004,101(7):2162-2166.

　　[14]Lankford K,Sasaki M,Radtke C,et al.Olfactory ensheathing cells exhibit unique migratory,phagocytic,and myelinating properties in the Xirradiated spinal cord not shared by Schwann cells[J].Glia,2008,56(15):1664-1678.

　　[15]Sasaki M,Lankford KL,Radtke C,et al.Remyelination of the injured spinal cord[J].Prog Brain Res,2007,161:413-427.

　　[16]Christine R,Konstantin W.Translating basic research into clinical practice or what else do we have to learn about olfactory ensheathing cells[J].Neurosci Lett,2009,456(3):133- 136.

　　[17]陈琳，黄红云，江昭,等.肌电图评价肌萎缩侧索硬化389例嗅鞘细胞脑内移植的效果[J].中国组织工程研究与临床康复，2008，12(43)：10-21.