乳牙根生理性吸收的研究现状
发表时间:2010-03-11 浏览次数:572次
作者:王娇翠综述 赵 玮审校 作者单位:中山大学光华口腔医学院·附属口腔医院儿童口腔科 广东 广州 510055 【摘要】 乳牙根吸收是一种生理现象,在乳牙的正常替换过程中具有重要意义。本文就乳牙根吸收特点、破牙细胞的结构及其在牙根吸收中的作用以及乳牙根吸收的酶化学特点等研究进展作一综述。
【关键词】 乳牙; 牙根吸收; 破牙细胞; 基质金属蛋白酶; 组织蛋白酶
APresent study of physiologic root resorption in primary teeth WANG Jiao-cui, ZHAO Wei. (Dept. of Pedia-tric Dentistry, Guanghua School of Stomatology, Sun Yat-Sen University, Guangzhou 510055, China)
[Abstract] Primary root resorption is a physiological event for the primary teeth and plays an important role during normal replacement procedure. The structure and functions of odontoclast during primary root resorption and the related enzymes were summarized in this article.
[Key words] primary teeth; root resorption; odontoclast; matrix metalloproteinases; cathepsin
乳牙根吸收是一种重要的生理现象,此过程由多核的破牙细胞调节,最终导致乳牙脱落。本文对乳牙根吸收过程中破牙细胞的分化、多种蛋白水解酶的分泌及继承恒牙对乳牙根吸收的影响作一综述。
1 乳牙根吸收的组织学特点
乳牙的吸收、脱落是按特定时间、左右对称发生的程序化过程。多种间充质细胞参与牙体硬组织的吸收过程,其中以破牙细胞为主,还有成纤维细胞、成牙骨质细胞、巨噬细胞等。破牙细胞在形态、功能上与破骨细胞具有相似性,组织学上表现为多核、耐酒石酸盐酸性磷酸酶(tartrate-resistant acid phosphatase,TRAP)染色阳性、皱褶状边缘、封闭区,胞内含大量的细胞器等。乳牙根吸收前无破牙细胞存在,随着吸收的开始,破牙细胞数量逐渐增多[1]。乳牙根吸收早期呈线性吸收,含有大量的成纤维细胞和少量破牙细胞;吸收晚期形成吸收陷窝,内含大量破牙细胞。乳牙根吸收为非连续过程,吸收活跃期与静止期交替进行。在静止期,可见大量成牙骨质细胞,偶见巨噬细胞,但无破牙细胞存在;活跃期,吸收陷窝内含有大量成熟破牙细胞[2]。当牙根吸收完成时,成牙本质细胞发生变性,破牙细胞与冠方硬组织接触,牙本质和釉质开始吸收;吸收完成后破牙细胞从吸收表面分离,失去皱褶状边缘,细胞溶解。牙体硬组织吸收的同时伴随着修复反应,吸收完成后釉质表面沉积了牙骨质样有机基质[3]。此外,在乳牙根吸收过程可见细胞凋亡现象,进一步证实乳牙生理吸收为程序化过程[4]。除牙体硬组织的吸收外,乳牙根吸收过程中同时有软组织的移除如牙髓、牙周膜,但少见文献报道。
2 破牙细胞的分化
破牙细胞前体细胞可能来源于循环系统母细胞,为TRAP染色阳性的单核细胞,其分化受多种因子的调节。核因子-κB受体活化因子配体(re-ceptor activator of nuclear factor-κB ligand,RAN-KL)、核因子-κB受体活化因子(receptor activatorof nuclear factor-κB,RANK)、骨保护蛋白(os-teoprotegerin,OPG)均属于肿瘤坏死因子超家族的成员,是近年来发现的调节破牙细胞分化的重要分子,影响破牙细胞的分化和功能。RANKL与RANK相互作用可诱导细胞向破牙细胞方向分化。Lossd?觟rfer等[5-6]应用免疫组织化学方法,在吸收牙根表面陷窝内见RANK染色阳性的多核破牙细胞及其单核前体细胞;RANKL表达于单核破牙细胞、成牙本质细胞、牙周膜细胞、牙髓成纤维细胞等,推测RANKL可通过自分泌或旁分泌途径调节破牙细胞的分化及牙根吸收。体外分离牙周膜细胞,发现吸收乳牙牙周膜细胞表达RANKL,而恒牙、未吸收乳牙的牙周膜细胞不表达RAN-KL。此外,成牙骨质细胞、继承恒牙牙囊细胞亦可分泌RANKL[7]。OPG为分泌型糖蛋白,为RANKL的诱饵受体,与RANK竞争结合RAN-KL,从而抑制破牙细胞的分化。另有研究表明甲状旁腺激素可调节OPG和RANKL之间的平衡,影响破牙细胞的分化[8]。
此外,降钙素对乳牙根吸收具有一定的调控作用。降钙素为骨吸收抑制剂,可打乱肌动蛋白结构,调节破骨细胞或破牙细胞的功能。在乳牙根吸收过程中,破牙细胞表达降钙素受体,证实降钙素参与调节乳牙根吸收过程[9]。
3 乳牙根吸收的酶化学特点
吸收乳牙根表面含有大量的破牙细胞,位于吸收陷窝内。研究表明,牙根吸收过程中破牙细胞可分泌酸和多种水解酶,主要包括金属蛋白酶和组织蛋白酶等,调节乳牙根的吸收。
3.1 基质金属蛋白酶
基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinase,MMP)是一种细胞外基质蛋白酶,以酶原形式分泌到细胞外,活化后降解细胞外基质。目前共发现20余种,分为可溶性MMP和膜型MMP。研究显示,乳牙根吸收过程中可见多种MMP表达,其中胶原酶活性较强。
MMP-9又叫明胶酶B,为可溶性蛋白酶,主要降解Ⅰ型胶原。体外培养人乳、恒牙牙周膜细胞(periodontal ligament cell,PDLC)MMP-9表达有差异,乳牙牙周膜细胞表达MMP-9比恒牙牙周膜细胞高,并且在促炎症反应因子白细胞介素-1、肿瘤坏死因子-α作用下表达增强[10]。人乳牙根吸收过程中破牙细胞表达MMP-9,主要位于吸收的牙根表面,破牙细胞的溶酶体、苍白泡、细胞外通道等处[11]。
膜1型金属蛋白酶(membrane-type 1 matrixmetalloproteinase,MT1-MMP)为间质胶原酶,位于细胞膜表面,具有直接或间接的蛋白水解能力,可水解Ⅰ、Ⅲ型胶原以及水解纤维连接蛋白、巢蛋白、聚集蛋白聚糖、基底膜蛋白多糖等[12];同时又可激活其他金属蛋白酶如proMMP-2和proMMP-13,引发酶活化的级联反应[13-14]。MT1-MMP亦见于破骨细胞膜突触处,与细胞的移动和黏附有关[15]。Linsuwanont-Santiwong等[16]发现牛乳牙根吸收过程中破牙细胞表达MT1-MMP较高,推测MT1-MMP对破牙细胞的作用可能与破骨细胞一样,对细胞的迁移、黏附于牙根吸收表面起到重要作用。同时在乳牙根吸收组织中发现MMP-2 mRNA和MMP-13 mRNA的表达,可能与MT1-MMP相互作用形成复杂的调控网络。
基质金属蛋白酶抑制剂(tissue inhibitor of metalloproteinase,TIMP)是MMP内源性组织特异抑制剂,目前共发现4种亚型,抑制MMP的活性,但对各种蛋白酶的选择性较差。TIMP和MMP间的平衡对维持细胞外基质的稳定具有重要作用。骨吸收过程中除有多种MMP表达外,亦有TIMP-2的表达[17]。Wu等[10]发现,人牙周膜细胞表达TIMP-1和TIMP-2,但乳恒牙表达量无统计学意义。TIMP在乳牙根吸收组织中的表达及生物学意义尚未见文献报道。
3.2 组织蛋白酶
组织蛋白酶(cathepsin)为半胱氨酸蛋白酶,是另一种在牙体硬组织吸收过程中起到重要作用的酶,共有11种成员。组织蛋白酶以非活化前体形式分泌,于酸性微环境中活化后细胞内或细胞外降解蛋白。在乳牙根吸收过程中有多种成员表达。cathepsin K是乳牙根吸收过程中最主要的蛋白酶之一。Oshiro等[11]发现,cathepsin K在牛乳牙根吸收过程中多核破牙细胞表达水平较高,吸收活跃期较吸收间歇期表达量增加。G?觟tz等[18]在人破牙细胞中亦发现有cathepsin D的表达,直接参与乳牙根吸收或激活其他的蛋白酶。此外,在乳牙根吸收过程中cathepsin B和cathepsin G的表达亦可见报道[19]。
3.3 其他
破牙细胞位于吸收的牙体硬组织表面,表达酸性三磷酸腺苷酶(H+-adenosine triphosphatase,H+-ATPase),位于破牙细胞皱褶状边缘、空泡、溶酶体膜表面,可调节H+的分泌,影响磷灰石晶体脱矿[11]。
4 继承恒牙对乳牙根吸收的影响
一般认为,继承恒牙萌出时的压力是导致乳牙吸收的主要因素之一,乳牙根吸收始于与继承恒牙相近的位置,即根尖部;前牙舌侧早于唇侧,后牙开始于根尖牙骨质和根分叉处,继承恒牙的牙冠位置、大小及根间距离的不同均可导致乳牙根吸收不均衡[20-21]。需要强调的是,继承恒牙的存在并不是乳牙根吸收的必要因素,先天继承恒牙缺失的乳牙根最终亦可发生吸收,只是时间相对延迟[22]。
【参考文献】[1] Sahara N. Anat Rec, 2001, 264(4):387-396.
[2] Sasaki T, Shimizu T, Watanabe C, et al. J Dent Res,1990, 69(1):67-74.
[3] Sahara N, Ozawa H. Anat Rec A Discov Mol Cell Evol Biol, 2004, 279(2):779-791.
[4] Domon T, Taniguchi Y, Inoue K, et al. Cell Tissue Res, 2008, 331(2):423-433.
[5] Lossdorfer S, Gotz W, Jager A. Calcif Tissue Int, 2002, 71(1):45-52.
[6] Fukushima H, Kajiya H, Takada K, et al. Eur J Oral Sci, 2003, 111(4):346-352.
[7] Yao S, Ring S, Henk WG, et al. Arch Oral Biol, 2004, 49(6):451-456.
[8] Boabaid F, Berry JE, Koh AJ, et al. J Periodontol, 2004, 75(9):1247-1254.
[9] Takada K, Kajiya H, Fukushima H, et al. J Bone Miner Metab, 2004, 22(1):12-18.
[10] Wu YM, Richards DW, Rowe DJ. J Dent Res, 1999, 78(2):681-689.
[11] Oshiro T, Shibasaki Y, Martin TJ, et al. Anat Rec, 2001, 264(3):305-311.
[12] d′Ortho MP, Will H, Atkinson S, et al. Eur J Biochem, 1997, 250(3):751-757.
[13] Cowell S, Knauper V, Stewart ML, et al. Biochem J,1998, 331(Pt 2):453-458.
[14] Banerji A, Chakraborti J, Mitra A, et al. J Environ Pathol Toxicol Oncol, 2005, 24(1):3-17.
[15] Andersen TL, del Carmen Ovejero M, Kirkegaard T, et al. Bone, 2004, 35(5):1107-1119.
[16] Linsuwanont-Santiwong B, Takagi Y, Ohya K, et al. J Bone Miner Metab, 2006, 24(6):447-453.
[17] Dew G, Murphy G, Stanton H. Cell Tissue Res, 2000,299(3):385-394.
[18] Gotz W, Quondamatteo F, Ragotzki S, et al. Connect Tissue Res, 2000, 41(3):185-194.
[19] Sasaki T, Ueno-Matsuda E. J Dent Res, 1992, 71(12):1881-1884.
[20] Prove SA, Symons AL, Meyers IA. J Clin Pediatr Dent, 1992, 16(3):202-206.
[21] 廖秀钏, 张宏博. 高雄医学科学杂志, 1990, 6(2):89-99.
[22] Nordquist I, Lennartsson B, Paulander J. Swed Dent J,2005, 29(1):27-34.