谷胱甘肽和缺血预处理对大鼠肝脏缺血再灌注损伤的影响
发表时间:2012-05-22 浏览次数:523次
作者:张厚忠 韩喜春 姜伟栋 作者单位:吉林大学第二医院基本外科,吉林 长春 130041
【摘要】 目的 探讨肝脏缺血预处理(IPC)和还原型谷胱甘肽(rGSH,阿拓莫兰Atomolan)预处理的作用机理,通过观察二者单独或联合应用时对肝脏缺血再灌注(I/R)损伤的影响,以便能够找到一种防治肝脏I/R损伤更好的预处理方式。方法 50只健康的Wistar大鼠,在肝脏I/R前,按加和不加Atomolan;IPC前,按加和不加Atomolan及空白对照随机分成5组,作配对试验,分别检测血清谷丙转氨酶(ALT)、血清丙二醛(MDA)的数值及热休克蛋白(HSP)70免疫组化染色的结果。结果 rGSH预处理和IPC单独应用时均对肝脏I/R损伤有保护作用,并且rGSH预处理的效果好于IPC,但二者联合应用时,将相互拮抗。结论 rGSH预处理通过抑制氧自由基(OFR)爆发和中性粒细胞炎症,起到保护肝脏I/R损伤的作用,但同时也抑制了IPC产生HSP70的能力。
【关键词】 谷胱甘肽,缺血再灌注,缺血预处理;丙二醛;热休克蛋白70
外源性还原型谷胱甘肽(rGSH)和肝脏缺血预处理(IPC)都能预防肝脏I/R损伤,但是到底哪种方法的效果更好,二者同时应用又能引起何种结果,均未见报道。本实验将rGSH和IPC两种干预因素对大鼠交叉配对使用,检测血清谷丙转氨酶(ALT)、肝组织中热休克蛋白(HSP70)和反映氧自由基(OFR)含量的MDA,对比哪种方法既能对肝脏起保护作用,又能最大限度的减少肝组织的损伤,对临床防治肝外伤、手术及肝移植等所致的肝功能损伤提供参考。
1 材料与方法
11 材料 健康Wistar大鼠,雌雄不限,体重250~300 g,购自吉林大学白求恩医学部动物实验中心。ALT用本院检验科HITACHI7071A型全自动生化分析仪检测,MDA用比色法测定,试剂盒购自南京建成生物制品公司。热休克蛋白70(HSP70)免疫组化染色系统SABC试剂盒购自武汉博士德生物工程有限公司,编号SA2077;阿拓莫兰(Atomolan,还原型谷胱甘肽rGSH)购自重庆药友制药有限责任公司,规格:06 g,国药准字H19991067。
12 实验分组 50只大鼠,在肝脏I/R前,按加和不加Atomolan;IPC前,按加和不加Atomolan及空白对照随机分成5组,作配对试验,每组10只(n=10)。具体为:A组 (I/R): 尾静脉注射生理盐水(05~10 ml/100g ),然后肝门阻断90 min,持续再灌注24 h;B组( Atomolan+I/R),在持续肝门阻断前10 min尾静脉注射Atomolan (50 mg/kg),然后肝门阻断90 min,持续再灌注24 h;C组(IPC): IPC前10 min尾静脉注射生理盐水,然后缺血5 min再灌注5 min,共重复2次后阻断肝门,缺血90 min,持续再灌注24 h;D组 (Atomolan+ IPC),IPC前10 min尾静脉注射Atomolan,其余操作同IPC组;E组(对照):尾静脉注射生理盐水后,未给予任何处置,24 h后取肝组织及下腔静脉血。所有动物术前12 h禁食,自由饮水。
13 动物模型制备 氯胺酮腹腔内麻醉,配制方法(当天配制):2 ml(100 mg)氯胺酮+4 ml 09%生理盐水,每只大鼠腹腔内平均注入2 ml,以后每次追加05 ml,麻醉效果可持续1~2 h。做标记并分别在左前、左后、右前、右后腿及背部编号A110,B110,C110,D110,E110,固定,正中剖腹,分离肝十二指肠韧带,暴露肝门部。所有缺血方法均为血管夹阻断门静脉进入肝脏第一次分叉以远,即阻断肝尾状叶及肝左叶血流,造成70%肝脏缺血,阻断达到所需的时间后,松开血管夹,进行再灌注。标本采集:再灌注后24 h取下腔静脉血及缺血部位的肝脏组织标本,取标本后处死大鼠。
14 指标的检测 于下腔静脉内取2 ml血液标本,分别注入两个试管各1 ml,静止沉淀析出血清,常温下离心5 min,(BFX5320型低速自动平衡离心机)4 800 r/min,抽出上层血清,并注入离心管内,-20℃冰箱保存。分别进行血清ALT、MDA检测。肝组织常规HE染色和HSP70免疫组化染色,HSP70指标测定:高倍镜下,细胞浆内呈棕黄色着染者为HSP70蛋白表达阳性细胞,观察切片中10个具有代表性的高倍视野,计算1 000个肝细胞中(100个细胞×10个高倍镜视野)染色阳性细胞数,除以1 000作为HSP70蛋白表达阳性率,并用数码相机成像。
15 统计学处理 计量数据以x±s表示,均数间的比较用方差分析。
2 结果
21 病理学观察 大体观:E组大鼠肝脏表面色泽红润,其他组在阻断肝血流后,左叶及中叶肝脏颜色变成暗红色,质地变软。再灌注24 h后,B组和C组大鼠肝脏基本恢复红润,但与E组仍有明显差异,A组及D组大鼠肝脏表面可见明显的点状或片状的无复流区,呈花白相间花斑状,质地变硬,且A组的无复流区面积更大。HE染色光镜观察结果:镜下可见E组肝细胞、kupffer细胞及肝窦内皮细胞形态正常;A组和D组肝细胞核大小不一、有多级核分裂相及染色质边集,可见多数肝窦扩张,周围有大量红细胞淤积,肝窦及毛细血管内有微血栓形成,肝细胞排列紊乱,并呈气球样变性,分布不均匀,且A组肝细胞肿胀、变性和坏死的程度和范围大,甚至在镜下难以看到完整的肝小叶结构;B组与C组肝脏组织形态要明显好于A组和D组,肝组织结构破坏轻微,仅见部分肝细胞轻度浊肿、偶有变性、坏死及肝窦间隙少量红细胞淤积,肝小叶结构基本完整,但B组要好于C组(图1)。
图1 D组大鼠肝脏HE染色(×400)(略)
22 HSP70免疫组化染色结果 HSP70的含量从高到底的排列顺序为C组>B组>D组>A组>E组。除E组外均有染色,其余四组中A组量最低,C组含量最高,B组高于D组(图2)。
图2 D组大鼠肝脏HSP70免疫组化染色(×400)(略)
23 血清ALT、MDA以及肝组织中HSP70的检测结果 表1。
表1 各组血清ALT、MDA、肝组织HSP70水平(略)
与B组相比:1)P<005,与C组相比:2)P<005
从表中结果分析:(1)ALT和MDA的结果具有明显的正相关联性,二者与HSP70结果呈负相关性;(2)B组和C组中ALT和MDA数值明显低于A组,但高于E组,而HSP70结果恰相反,说明Atomolan和IPC单独应用均对肝脏I/R起保护作用,但不能完全消除I/R的损害因素;(3)C组结果中ALT和MDA数值与B组相比具有显著差异性,说明Atomolan的保护作用强于IPC的效果,但HSP70也明显高于B组,这只能说明HSP70不是唯一的保护性因素;D组结果中ALT和MDA仅低于A组并显著高于其他各组,HSP70含量仅高于A组和E组,说明Atomolan和IPC可能互相拮抗。
3 讨论
本实验观察到I/R组肝缺血后,反映肝细胞功能损伤程序的ALT及反映OFR含量的MDA均增加,且ALT与MDA呈正相关,说明肝脏损伤程度与OFR水平密切相关〔1,2〕;OFR参与了肝缺血性损伤,I/R后OFR爆发性形成可能是引起肝脏功能与结构损伤的最主要原因。
外源性rGSH因分子量较大,很难进入到细胞内,其抗氧化的作用主要在细胞外液中进行。在B组大鼠给予GSH后,肝功中ALT和反映OFR的MDA含量明显减少,同I/R组比较具有显著性差异(P<005),提示GSH能显著减少OFR的生成,肝I/R损伤早期主要与OFR的大量释放有关,而后期则是与肝内中性粒细胞有关的炎症反应起着重要作用〔3~5〕。GSH减少了OFR生成,且加速其清除,使kupffers细胞损伤减轻,抑制了中性粒细胞的浸润能力,故肝脏损伤明显减轻,是GSH保护肝I/R损伤的重要机制。
我们发现HSP70与ALT、MDA在大体上具有负相关性——HSP70的含量高的组ALT及MDA数值低。HSP70可能是肝脏IPC延迟性保护作用的一个主要因素。HSP70减轻了肝细胞膜的脂质过氧化反应而实现其保护效应,这一结果与以前的大量相关实验结果〔6〕是一致的,能够进一步证明HSP70是肝脏IPC延迟性保护作用的一个主要因素。
GSH预处理与IPC可能相互拮抗。虽然GSH与IPC单独应用时均能减轻肝脏I/R时的损伤,但我们发现在本实验结果中C组及B组的ALT、MDA及HSP70含量却均低于D组的情况,各组差异性显著(P<005),说明在肝脏I/R时联合应用GSH与IPC将会出现相互拮抗的效果。可能的原因是 GSH抑制了IPC产生HSP70的能力,进而影响到IPC的延迟性保护作用。具体为:IPC时产生的OFR爆发可能是触发HSP表达的关键,Tanaka等〔7〕发现,O2诱发了IPC产生HSP70作用,活性氧代谢产物激活PKC从而起到保护作用; Kukreja等〔8〕用SOD可抑制IPC造成的HSP70 mRNA表达的增加,SOD的T1/2短,为6~10 min,故其作用是暂时的,不影响HSP70的转录及其蛋白的表达。 由于SOD分子量较大而难以进入细胞内,所以外源性SOD主要在细胞外起作用,可能的机理是SOD抑制O2侵害,保护了膜的正常结构和功能。同样道理,外源性GSH也不能够直接进入到细胞内,并可与O2反应可以产生O2〔9~11〕,且 T1/2明显长于SOD,约24 h,可能影响HSP70的转录及其蛋白的表达。
虽然近年来文献上介绍了很多的肝脏I/R的预处理方法,但由于这方面的机制尚未完全阐明,所以尚未找到一种能够完全消除肝脏I/R损伤的方法。将现有的方法根据可能的机制加以组合,尽量减轻肝脏I/R损伤,不失为一种积极的思路。
【参考文献】
1 Mizunma K,Ohdan H,Tashiro H,et alROCK inhibitor y27632 prevents primary graft nonfunction caused by warm ischemia/reperfusion in rat liver transplantation〔J〕Transpl Int,2002;15(12):6239
2 Khandoga A,Biberthaler P,Enders G,et alPselectin mediates plateletendothelial cell interactions and reperfusion injury in the mouse liver in vivo〔J〕Shock,2002;18(6):52935
3 Yoshidome H,Kato A,Miyazaki M,et alIL13 activates STAT 6 and inhibits liver injury induced by ischemia/reperfusion〔J〕Am J Pathol,1999(155):105964
4 Menger MD,Richter S,Yamauchi J,et alRole of microcirculation inhepatic ischemiareperfusion injury〔J〕Hepatogastroenterology,1999;46(2):14527
5 Jassem W,Roake JThe molecular and cellular basis of reperfusion injury following organ transplantation〔J〕Transplant Review,1998(12):134
6 Yamaguchi Y,Matsumura F,Takeya M,et alMonocyte chemoattractant protein1 enhances of intercellular adhesion molecule1 following ischemiareperfusion of the liver in rats〔J〕Hepatology,1998(27):72734
7 Tanaka M,Fujiwara H,Yamasaki K,et alSuperoxide dismutase and N2mercaptopropionyl glycine attenuate infarct size limitation effect of ischaemic/preconditioning in the rabbit〔J〕Cardiovasc Res,1994;28(7):9806
8 Kukreja RC,Kontos MC,Loesser KE,et alOxidant stress increases heat shock protein to mRNA insolated perfused rat heat〔J〕Am J Physiol,1994;267(6):22139
9 Schoeniger LO,Andreoni KA,Ott GR,et alInduction of heatshock gene expression in post ischemic pig liver depends on surperoxide generation〔J〕Castroenterology,1994;106(1): 17784
10 Zhou X,Zhai X,Ashraf MDirect evidence that initial oxidative stress triggered by preconditioning contributes to second window of protection by endogenous antioxidant enzyme in myocytes〔J〕J Circulation,1996;93(6):117784
11 Liu GS,Thornton J,Van Winkle DM,et alProtecyion against infarction afforded by preconditioning is mediated by Al anenosine receptors in rabbit heart〔J〕Circulation,1991;84(1):356