Stat3信号转导通路调控Caspase3表达促进结肠癌细胞凋亡的机制
发表时间:2009-06-24 浏览次数:525次
【摘要】 目的 本研究探讨Stat3/Caspase3信号转导通路调控结肠癌细胞凋亡的作用机制。方法 用阳离子脂质体介导Stat3反义寡核苷酸转染人结肠癌HT29细胞,MTT法检测细胞增殖状态;流式细胞术检测细胞周期与凋亡;Western blot检测Stat3、pStat3、Caspase3与Bcl2凋亡家族成员Bcl2和BclxL的表达。结果 转染Stat3反义寡核苷酸后HT29细胞增殖受抑制,凋亡细胞增多,Stat3,pStat3与Caspase3表达下降,Bcl2与BclxL变化不明显。结论 阻断Stat3通路可以抑制靶基因Caspase3表达并诱导结肠癌细胞凋亡。
【关键词】 结肠癌 信号转导 凋亡 胱冬肽酶
0 引言
Stat3是转录信号传导子与激活子通路(Signal Transducers and Activators of Transcription,STATs)的重要成员,该通路接受生长因子与细胞因子等细胞外信号刺激,调节细胞增殖、分化及凋亡[1]。目前已发现Stat3在白血病、头颈部鳞癌及乳腺癌等多种肿瘤组织及细胞系中呈持续活化[2]。Caspase3是重要的凋亡抑制因子,在许多肿瘤组织中均可见Caspase3的异常高表达[3]。Caspase3可以抑制由多种刺激诱导的凋亡,但关于Caspase3在结肠癌发生发展过程中的作用还有待进一步研究[4]。本研究通过阻断结肠癌细胞中Stat3通路,探讨Stat3/Caspase3信号转导通路调控结肠癌细胞凋亡的机制。
1 材料与方法
1.1 细胞培养
人结肠癌细胞HT29,培养于含有10%胎牛血清(美国HyClone公司)的RPMI1640培养基(美国GIBCOL/BRL公司)。
1.2 Stat3寡核苷酸的合成与纯化
Stat3反义寡核苷酸根据Stat3翻译起始点合成,同时本研究还设立了正义寡核苷酸链和错配寡核苷酸链作为对照组,错配链的序列在GenBank数据库进行同源性检索,未发现同源序列。Stat3反义寡核苷酸序列:5’ CCATTGGGCCATCCTGTTTCT 3’;Stat3正义寡核苷酸序列:5’ AGA AACAGGATGGCCCAATGG 3’;Stat3错配寡核苷酸序列:5’ CCATTGCGCCATCGTGTTACT 3’。以上寡核苷酸由美国Santa Cruz公司合成及纯化。
1.3 阳离子脂质体转染
LipofectAmine2000 (美国GIBCOL/BRL公司),转染过程参照GIBCOL/BRL公司手册。分为空白对照组、正义寡核苷酸组、错配寡核苷酸组与反义寡核苷酸组。
1.4 细胞增殖状态检测(MTT法)
接种细胞于96孔板,贴壁后,无血清培养细胞16~24h,使细胞同步化。实验分4组进行,即空白对照组、正义寡核苷酸组、错配寡核苷酸组与反义寡核苷酸组。每个研究点设置3组平行对照,重复3次实验取平均值。空白对照组加无血清培养基,正义寡核苷酸组、错配寡核苷酸组与反义寡核苷酸组分别加入脂质体及Stat3正义寡核苷酸、错配寡核苷酸与反义寡核苷酸至浓度达到0、5、10、20μM,第0、24、48、72h分别加入MTT 5mg/ml (美国Sigma公司),继续培养4h,每孔加入DMSO 200μl,酶标仪测定540nm吸收值,绘制生长曲线。
1.5 细胞周期检测
无血清培养细胞16~24h,使同步化,空白对照组加无血清培养基,正义寡核苷酸组、错配寡核苷酸组与反义寡核苷酸组分别加入脂质体及Stat3正义寡核苷酸、错配寡核苷酸与反义寡核苷酸继续培养,第0、24、48、72h分别消化细胞,0.5ml PBS重悬细胞,70%冰乙醇固定细胞过夜,加入RNAase A至终浓度50μg/ml,37℃恒温水浴1h,加入碘化丙啶(美国Sigma公司)至终浓度50μg/ml,4℃避光染色1h,上流式细胞仪FACScan(美国BectonDickinson公司)检测,资料用Cell Quest细胞周期分析软件处理。
1.6 细胞核蛋白与总蛋白提取
1.6.1 细胞核蛋白提取 收集细胞悬液;用低渗缓冲液于冰上裂解细胞10 min;4℃条件下13 000 r/min离心1min;4℃条件下用高盐缓冲液重悬粗提的细胞核,振荡30min;4℃条件下13 000r/min离心10min;取上清为核提取物,贮存于80℃于2个月内用完。
1.6.2 总蛋白提取 参照Santa Cruz公司蛋白提取方法,应用RIPA缓冲液裂解结肠癌细胞得到总蛋白。
1.6.3 蛋白浓度测定方法(Bradford法) 以牛血清蛋白(BSA)作为标准品,根据蛋白定量试剂盒(美国BioRad公司)说明绘制蛋白定量标准曲线,于分光光度计595nm下测光密度值,计算提取液蛋白浓度。
1.7 Western blot
细胞蛋白样品50μg上样于7.5%的聚丙烯酰胺凝胶经电泳分离后,电转移至PVDF膜(美国Millipore公司),封闭后,加入一抗(Stat3,pStat3,Caspase3,Bcl2,BclxL,GAPDH)(美国Santa Cruz公司),工作浓度1∶1000;辣根过氧化物酶结合的二抗(英国Amersham公司),工作浓度1∶1000。用ECL(英国Amersham公司)化学发光试剂盒检测杂交信号。
1.8 吸光度测定
用PhosphoImager图像分析仪(美国Molecular Dynamics公司)测定条带的吸光度A,以A值代表蛋白的相对表达量。
1.9 统计方法
应用SPSS 12.0统计学软件,采用独立样本t检验,P<0.05为有统计学差异,差异有显著性。
2 结果
2.1 Stat3反义寡核苷酸可以抑制结肠癌细胞增殖
Stat3反义寡核苷酸作用HT29细胞72h后,G1期细胞比率由61.40%上升至75.60%,S期细胞比率由21.38%下降至11.72%,细胞增殖受抑制,见表1。表1 HT29细胞周期比率检测
2.2 Stat3反义寡核苷酸可以促进结肠癌细胞凋亡
HT29细胞在转染Stat3反义寡核苷酸72h后,凋亡细胞百分比由5.60%增加至25.51%,见表2。表2 HT29细胞凋亡比率检测(
2.3 Stat3反义寡核苷酸可以使Stat3信号传导通路成员活性与表达下降
HT29细胞转染Stat3反义寡核苷酸72h后,Stat3蛋白表达与活性下调,其靶基因产物Caspase3表达下降,Bcl2与BclxL变化不明显,见图1。
图1 Western blot 检测Stat3反义寡核苷酸作用于结肠癌HT29细胞72 h后,Stat3通路成员蛋白表达变化
3 讨论
JAKs/STATs信号转导通路与细胞的增殖、分化及凋亡关系密切,该通路异常活化可导致细胞异常增殖和恶性转化。关于Stat3信号转导通路在结肠癌发生发展中的作用机制尚有待于进一步研究[5,6]。
癌基因Stat3通过激活靶基因而诱导某些关键产物的表达来影响肿瘤的发生,重要的靶基因产物包括影响细胞凋亡的Bcl2家族成员。Bcl2家族包括抑凋亡和促凋亡两大类,前者包括Bcl2、BclxL、Mcl1等,后者包括Bax、Bak、BclxS等[7]。阻断肿瘤细胞中Stat3通路后,肿瘤细胞增殖受抑制并促进凋亡发生[8]。然而Bcl2家族成员表达并非是决定细胞凋亡与否的唯一因素,其翻译后修饰也是调节细胞调亡的关键因素之一。胱冬肽酶(Caspase)是一类天冬氨酸残基特异性的半胱氨酸蛋白酶[9],在细胞凋亡过程中起关键作用,它们对Bcl2家族的蛋白质具有重要的酶解修饰作用,目前已发现的属于这类蛋白酶家族的成员已有十余种,包括Caspase1~10等,而Caspase3是此家族的重要成员。Yamashita等[10]发现乳腺癌细胞中Caspase3受STATs通路调控,而Caspase3阴性的细胞不受影响。本研究应用Stat3反义寡核苷酸转染结肠癌细胞系HT29,可以阻断其内源性Stat3信号转导通路,Stat3及磷酸化Stat3表达下调,凋亡细胞增加,Caspase3表达下降,但是Bcl2与BclxL变化不明显。其作用机制可能为阻断HT29细胞中Stat3通路后,失活状态的Stat3不能与Caspase3启动子结合,从而抑制Caspase3表达,细胞出现凋亡。
总之,Stat3信号转导通路在结肠癌细胞中的转录调控机制尚不清楚,Stat3通路异常激活与结肠癌细胞凋亡的机制还有待于进一步明确。实验动物模型及临床观察中发现:肿瘤细胞耐受化疗与Stat3和Caspase3异常增高有关[11,12],阻断Stat3通路可诱导耐药肿瘤细胞凋亡。深入研究Stat3信号转导通路调控Caspase3的作用机制有可能为治疗结肠癌提供新的理论和实验基础[13]。
【参考文献】 [1] Haura EB, Turkson J, Jove R. Mechanisms of disease: Insights into the emerging role of signal transducers and activators of transcription in cancer[J]. Nat Clin Pract Oncol, 2005, 2(6):315324.
[2] Bromberg J. Stat proteins and oncogenesis[J]. J Clin Invest, 2002, 109(9):11391142.
[3] Nachmias B, Ashhab Y, BenYehuda D. The inhibitor of apoptosis protein family (IAPs): an emerging therapeutic target in cancer[J]. Semin Cancer Biol, 2004, 14(4):231243.
[4] Fulda S, Debatin KM. Targeting apoptosis pathways in cancer therapy[J]. Curr Cancer Drug Targets, 2004, 4(7):569576.
[5] Ma XT, Wang S, Ye YJ, et al. Constitutive activation of Stat3 signaling pathway in human colorectal carcinoma[J]. World J Gastroenterol, 2004, 10(11):15691573.
[6] 马向涛, 王杉, 杜如昱, 等. JAK激酶抑制剂AG490联合5氟尿嘧啶抑制结肠癌细胞STAT3信号转导通路的研究[J]. 中华实验外科杂志, 2003, 20(10):874876.
[7] Cory S, Huang DC, Adams JM. The bcl2 family: roles in cell survival and oncogenesis[J]. Oncogene, 2003, 22(53):85908607.
[8] Leong PL, Andrews GA, Johnson DE. Targeted inhibition of Stat3 with a decoy oligonucleotide abrogates head and neck cancer cell growth[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2003, 100(7):41384143.
[9] Riedl SJ, Shi Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2004, 5(11):897907.
[10]Yamashita H, Iwase H, Toyama T, et al. Naturally occurring dominantnegative Stat5 suppresses transcriptional activity of estrogen receptors and induces apoptosis in T47D breast cancer cells[J]. Oncogene, 2003, 22(11):16381652.
[11]Turkson J. STAT proteins as novel targets for cancer drug discovery[J]. Expert Opin Ther Targets, 2004, 8(5):409422.
[12]Amin HM, Mc Donnell TJ, Ma Y, et al. Selective inhibition of STAT3 induces apoptosis and G(1) cell cycle arrest in ALKpositive anaplastic large cell lymphoma[J]. Oncogene, 2004, 23(32):54265434.
[13]马向涛,王杉,杜如昱,等. Stat3反义寡核苷酸联合化疗调控结肠癌细胞增殖与凋亡的分子机制[J]. 中华实验外科杂志, 2004, 21(10):12121214.