基质金属蛋白酶与动脉粥样硬化斑块破裂
发表时间:2012-02-21 浏览次数:398次
作者:白萍(综述),郭晓玲(审校) 作者单位:014010 内蒙古包头,内蒙古科技大学包头医学院第一附属医院心内一科
【关键词】 基质金属蛋白酶,动脉粥样硬化,斑块破裂
冠状动脉粥样硬化斑块不稳定可导致急性冠脉综合征。近年来,大量的研究投入在急性冠脉综合征的发病机制及其预防上。冠状动脉壁的炎症反应参与了动脉粥样硬化和血栓形成过程,斑块内炎症细胞及其炎症产物对粥样斑块脂质中心的扩大、纤维组织完整性的破坏及细胞外基质的降解均有影响,可能是造成斑块不稳定、斑块破裂的促发因素。这与巨噬细胞分泌基质金属蛋白酶(metalloproteinases,MMPs) 降解细胞外基质导致纤维帽变薄有关[1]。 因此, 代表斑块细胞外基质降解的指标——基质金属蛋白酶(MMPs)成为近年不稳定斑块研究的热点。
1 基质金属蛋白酶 MMPs
1.1 MMPs 的基本概念和功能特点 MMPs是一种 Zn 依赖性的内肽酶组成的酶家族,其活性依赖于钙离子的蛋白酶,目前发现有 20余种以上[2] 。MMPs是由 Gross等[3]于 1962年在研究蝌蚪进行形态改变的发育过程中第 1次发现。MMPs来源广泛,在某些情况下几乎来自所有的间质细胞、上皮细胞、内皮细胞、成纤维细胞、血管内皮细胞、平滑肌胞及泡沫细胞[4],巨噬细胞、中性粒细胞和免疫细胞、肿瘤细胞都能产生 MMPs,除巨噬细胞和中性粒细胞外,MMPs是不储存在细胞内的。当有外来特定信号刺激这些细胞时, MMPs被合成并且立即分泌到基质中去。它们能特异地与细胞外基质(extracellar matrix,ECM)各种成分结合,降解 ECM。在正常成人的组织中通常是低水平表达,但在一些正常或病理性重建的过程中表达上调。
所有的MMPs都有以下功能特点:(1)降解细胞外基质(extracellar matrix,ECM)成分;(2)以前体形式分泌,需要激活才能发挥蛋白水解的功能;(3)活性位置都有Zn2+;(4)维持稳定需要Ca2+;(5)在中性pH时发挥作用;(6)都被特异抑制剂金属蛋白酶组织抑制剂(tissue inhibito of metalloproteinases,TIMPs)所抑制。
1.2 MMPs的分类 根据它们的结构和底物特异性将 MMPs分为 5组:胶原酶(包括间质胶原酶MMP-1、嗜中性胶原酶MMP-8、胶原酶-3 MMP-13),可以降解所有的胶原纤维(Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ胶原);明胶酶(包括MMP-2和 MMP-9),降解明胶和基质膜的Ⅳ型胶原;间质溶素(包括MMP-3、 MMP-10、 MMP-11),作用于大部分基质成分;膜型 MMPs(TM- MMPs),可分解ECM成分和激活其他MMPs;其他MMPs。
1.3 MMPs的调节 MMPs的调节发生在三个水平:酶原合成、酶原激活和内源性抑制剂。肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、表皮生长因子(EGF)、血小板衍生生长因子(PDGF)、白介素-1(IL-1))和白介素-6(IL-6)、基质纤维细胞生长因子(bFGF)等可使MMPs表达水平增加。而皮质类固醇、肝素、IL-4等则可抑制MMPs基因的表达。酶原激活的调节机制及过程还在研究中。内源性MMPs抑制剂主要是TIMPs。TIMPs是MMPs的抑制剂,是调节MMPs活性的主要内源性因素。TIMP分为TIMP-1、-2、-3、-4,与TIMP分子呈1:1结合,它直接结合MMPs的活性位点,阻止胶原底物的进入[5]。除了TIMPs,人体还有很多MMPs抑制剂,巨球蛋白作用最显著。
2 MMPs和MMP-9与冠状动脉粥样硬化斑块破裂
慢性炎症学说是目前动脉粥样硬化(AS)重构基础研究的热点。典型的晚期斑块由一个脂质和坏死细胞及其残存物质形成的粥样核心及纤维帽组成。尸体解剖发现,在发生粥样硬化斑块破裂的纤维帽局部有大量活化的泡沫细胞、巨噬细胞,揭示了炎症反应参与其中。巨噬细胞和淋巴细胞是破裂斑块中细胞的主要成分。斑块的纤维帽中侵入的巨噬细胞越多,斑块就越脆弱,这与巨噬细胞分泌基质金属蛋白酶 MMPs,降解细胞外基质导致纤维帽变薄有关[6]。
MMP家族中的MMP-1、-2、-3、-7、-8、-13、-14在AS斑块中表达,并且 MMP-1、-3在易损斑块的肩部区域表达增加[7,8]。运用原位杂交技术, Henney等[9]检测到AS斑块中 MMP-3的转录物与巨噬细胞共同存在于斑块的肩部,MMP-3可降解广泛的 ECM成分,并能够将其他 MMPs由酶原形式转化成活性 MMPs。近来, Silence等[10]的研究也证实,MMP-3可通过降解 ECM成分而与斑块的不稳定性有关。MMP-8分解胶原的能力是其他间质胶原酶的 3倍多,以前的观点忽略了 MMP-8在斑块不稳定性中的作用[11]。除此之外,巨噬细胞源性的基质溶素 MMP-7 和巨噬细胞弹性蛋白酶 MMP-12 也与斑块的破裂有关。所以,多种MMPs参与不稳定斑块的发生发展。
MMP-9在 1974年由 Sopata等首次从人的中性粒细胞中提纯,1989年的金属蛋白酶学会上被正式命名,分子质量为 92 ×10,是目前已发现的 MMPs家族中分子质量最大的酶。它为降解 ECM所必需,参与了人类的各种生理和病理过程,如胚胎的发育、形态学发生、血管新生、炎性反应以及组织重建等。在体内可被多种细胞,如单核细胞、巨噬细胞、成纤维细胞、中性粒细胞、血管平滑肌细胞以及内皮细胞等分泌。其作用底物多种多样,包括明胶、弹性蛋白、Ⅳ型胶原、Ⅴ型胶原和粘结蛋白等[12]。
研究表明,在人类 AS斑块肩部及巨噬泡沫细胞聚集区显示了相对分子质量为92 ×10的明胶酶即 MMP-9的表达增高,且所有的斑块抽提物被证实含明胶酶的活化形式[13]。
Loftus研究发现活化的 MMP-9主要来源于巨噬细胞,在不稳定型心绞痛、稳定型心绞痛冠脉病变和正常内乳动脉中的比例分别为83%、25%和0[14];并且发现,不稳定斑块尤其是斑块的肩区,MMP-9蛋白及酶活性明显增加, 较稳定斑块高 3~5倍。不稳定斑块具有脂核大、纤维帽薄等特点,在纤维帽的肩部最易破裂,导致易破裂因素之一是MMP-9活动增强,降解纤维帽肩部的纤维组织,导致斑块破裂血栓形成。斑块破裂产生一些细胞因子可刺激上述细胞合成大量 MMPs,MMPs又加强纤维成分的降解,形成恶性循环,最终导致急性冠状动脉综合征。MMP-9也可有效降解基底膜, 有利于平滑肌细胞大量迁移[15],引起血管内膜增厚,导致管腔损失。1998年, Kai等[16]首次报道了外周静脉血中 MMP-9和MMP-2浓度与冠状动脉粥样硬化性心脏病的关系,结果显示,不稳定型心绞痛和心肌梗死患者 MMP-2水平约为稳定型心绞痛和正常对照组的2倍, MMP-9在不稳定型心绞痛患者最高,其次为急性心肌梗死患者,并且7天后水平降至与正常对照组相同。研究发现,MMP-9和 MMP-2浓度在 ACS组明显高于劳力性心绞痛组和正常对照组,而其升高与急性心肌梗死时血清肌酸肌酶和肌酸肌酶同工酶升高不相关,提示 MMPs可能来源于破裂斑块释放或外周血中已被激活的单核 /巨噬细胞分泌。随后,许多学者均发现,ACS患者MMP-9水平明显增高,提示MMP-9水平与斑块稳定性有关[17~19]。
近来 Blankenberg等[20] 报道,血浆 MMP-9水平与 1127例冠状动脉粥样硬化性心脏病患者4.1年来发生致命冠状动脉粥样硬化性心脏病事件危险性之间具有较强而且独立的相关性。这种相关性独立于常见的心血管危险因素,但使用血浆 C反应蛋白、白细胞介素-6、纤维蛋白原及白细胞介素-18水平调整后相关性减弱。这项实验证实了 MMP-9水平与心血管事件之间的前瞻性关系,Davies 等[21]发现斑块破裂常发生于纤维帽的肩部,该处纤维帽最薄,其胶原成分及氨基葡聚糖均很少,而此处纤维帽承受的张力较大,抗破裂能力最差,最易破裂。生物力学研究证实,斑块纤维帽承受的应力作用最强,且随着纤维帽的硬度增加,受力部位由纤维帽的中心移到了它的边缘或肩部,而纤维帽的厚度是决定纵向应力及斑块是否破裂的主要因素。冠脉狭窄导致血流紊乱,特别是血流通过狭窄部位可以产生摆动切应力,Magid等[22] 研究证明血流紊乱产生各种应力尤其是摆动切应力可通过激活 cmyc基因而上调 MMP-9的表达。可见,局部力学作用也可通过调节MMP-9表达而影响斑块不稳定性。因此,MMP-9与斑块的破裂密切相关,在斑块破裂中起重要作用。
综上所述,MMP-9及其他 MMPs是一类与 AS斑块不稳定及破裂密切相关的蛋白水解酶类 。因此,研究MMP-9和其他 MMPs与临床冠心病的关系,对疾病的预测、诊断和寻求新的治疗方法具有重要意义。
【参考文献】
1 Ahsan CH, ShanA, Ezekowitz M. Acute statins treatment in reducing risk acute coronary syndrome: the MIRACL trial. Curre opini in cardio,2001,16: 390-393.
2 Beaudeux JL, Giral P,Bruckert E, et al. Matrixmetalbproteinases, inflammation and atherosclerosix: therapeutic perspectives. Clin Chem Lab Med,2004,42 (2) :121-131.
3 Gross J,Lapiere CM. Collagenolytic activity in amphibian tissues: atissue culture assay. Proc Natl Acad Sci USA, 1962, 48(6):1014-1022.
4 Unemeri EN, Hibbs MA,Amenro EP. Constitutive expres- sion of a 92 - KD gelatinase by rheumatoid synovial fibroblasts and its induction in normal human fibroblasts by inflammatory cytokines. J Clin Invest,1991,88:1656.
5 Nagase H.Activation mechanisms of matrix metalloproteinases.Boil Chem,1997,378:151-160.
6 Jones CB, Sane DC, Herrington DM. Matrix metalloproteinases: a review of their structure and role in acute coronary syndrome. Cardiovasc Res,2003,594:812-823.
7 Galis ZS, Khatri JJ. Matrix metalloproteinases in vascular remodeling and atherogenesis: the good, the bad, and the ugly. Circ Res,2002,90(3):251-262.
8 HermanMP, Sukhova GK,Libby P, et al. Expression of neutrophil collagenase matrixmetal loproteinase 28 in human atheroma: a novel collagenolytic pathway suggested by transcriptional profiling . Circulation,2001,104(16):1899-1904.
9 Henney AM,Wakeley PR,Davies MJ, et al. Localization of stromelysin gene expression in atherosclerotic plaques by in situ hybridization. Proc Natl Acad Sci USA,1991,88(18):8154-8158.
10 Silence J, Lupu F, Collen D, et al. Persistence of atherosclerotic plaque but reduced aneurysm formation inmicewith stromelysin-1(MMP-3) gene inactivation. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2001,21(9):1440-1445.
11 Glass CK,Witztum JL. Atherosclerosis:the road ahead. Cell,2001,104(4):503-516.
12 Sopata I,Dancewicz AM. Presence of a gelatin-specific proteinase and its latent form in human leucocytes. Biochim Biophys Acta,1974,370(2):510-523.
13 Galis ZS, Sukhova GK, Lark MW,et al.Increased expression of matrixmetalloproteinases and matrix degrading activity in vulnerable regions of human atherosclerotic plaques. J Clin Invest, 1994,94(6):2493-2503.
14 Loftus IM,Naylor AR,Goodall S,et al.Increased matrix metalloproteinase-9 activity in unstable carotid plaques:a potential role in acute plaque disruotion.Stroke,2000,31:40-47.
15 Mason DP, Kenagy RD,Hasenstab D, et al. Matrix metalloproteinase 2,9 over expression enhances vascular smoothmuscle cell migration and alters remodeling in the injured rat carotid artery. Circ Res,1999,85(12) :1179.
16 KaiH, Ikeda H, Yasukawa H, et al. Peripheral blood levels of matrix metalloproteases-2 and -9 are elevated in patients with acute coronary syndromes. J Am Coll Cardiol, 1998, 32(2):368-372.
17 Kai H, Ikeda H, Yasukawa H, et al.Peripheral blood levels of matrix metalloproteases-2 and-9 are elevated in patients with acute coronary syndromes .J Am Coll Cardiol, 1998,32(2):368-372.
18 Nomoto K, Oguchi S, Watanabe I, et al.Involvement of inflammation in acute coronary syndromes assessed by levels of high-sensitivity C-reactive protein, matrix metalloproteinase- 9 and soluble vascular- cell adhesion molecule-1 .J Cardiol, 2003, 42(5) :201-206.
19 Zeng B, Prasan A, Fung KC, et al.Elevated circulating levels of matrix metalloproteinase-9 and-2 in patients with symptomatic coronary artery disease.Intern Med J, 2005, 35(6):331-335.
20 Blankenberg S,Rupprecht HJ, Poirier O, et al. Plasma concentrations and genetic variation ofmatrixmetalloproteinase 9 and prognosisofpatientswith cardiovasculardisease. Circulation,2003,107(12) :1579-1585.
21 Davies MJ,Richardson PD,Woolf N, et al. Risk of throm bosis in human atherosclerotic plaque: role of extracellular lipid, macrophage, and smooth muscle cell content. Br Heart J,1993,69:377.
22 Magid R,Murphy TJ, Galis ZS. Expression of matrix metallproteinase - 9 in endothelial cells is differentially regulated by shear stress. Role of cmyc. J Biol Chem, 2003, 278 (35): 32994.