大鼠糖尿病视网膜病变模型建立及超微结构观察

　　作者：孟旭霞 作者单位：青岛大学医学院附属医院眼科，山东 青岛 266003

　　【摘要】 目的 建立链脲佐菌素(STZ)诱导的糖尿病大鼠视网膜病变模型并观察视网膜微血管及视细胞的超微结构，评价其应用价值。方法 选择健康成年雄性清洁型SD大鼠60只，随机分为正常对照组、糖尿病1个月组、糖尿病3个月组、糖尿病6个月组。大鼠一次性腹腔注射STZ诱发糖尿病模型，观察各组大鼠的生理指标，并对糖尿病模型大鼠进行视网膜组织学检查及微血管超微结构观察。结果 STZ腹腔注射糖尿病大鼠成模率为100%，死亡率为4.4%。早期糖尿病大鼠视网膜厚度变薄，视细胞数目随月龄增加而逐渐减少。毛细血管内皮细胞水肿，线粒体肿胀。毛细血管基底膜增厚，管腔狭窄，甚至闭塞。视细胞外节膜盘间隙扩大，排列紊乱。内节线粒体水肿，排列不规则。结论 STZ诱导的糖尿病大鼠视网膜病变模型成模率高、方法可靠;糖尿病大鼠视网膜病变在发生发展、病理变化等方面与人类糖尿病视网膜病变具有相同或相似的特征，应用此模型可对糖尿病视网膜病变的病理学、发病机制和药物治疗等多方面进行研究。

　　【关键词】 糖尿病视网膜病变 视网膜超微结构 模型 动物 大鼠

　　ESTABLISHMENT OF DIABETIC RETINOPATHY IN RAT AND OBSERVATION OF THE RETINAL UNTRASTRUCTURAL CHANGESMENG XUXIA， NIU YINGJUN, QU HONG, et al (Department of Ophthalmology, The Affiliated Hospital of Qingdao University Medical College, Qingdao 266003, China) [ABSTRACT]ObjectiveTo establish a model of early diabetic retinopathy in rat and study the retinal ultrastructural changes. MethodsSixty adult male SD rats were divided into four groups: normal control group (CON), diabetes for 1 month (DM1), diabetes for 3 months (DM3), diabetes for 6 months (DM6). The diabetic rat model was induced by intraperitoneal injection of streptozotocin (STZ). Physiological factors of the rats were examined and the retinal pathology and ultrastructural changes studied. ResultsDiabetes was induced in all of the rats. The mortality of the rats was 4.4%. Ultrastructural study showed that the retina became thinner in early diabetic rats. The number of visual cells became decreased along with duration of the experiment. The capillary endothelial cells and mitochondria became swollen. The basement membrane of capillaries became thicker. There was narrowing and even occlusion of the capillary lumen. The membrane disc space of visual cell outer segment was enlarged and arranged disorderly. The mitochondria of inner segments was swollen and arranged irregularly. ConclusionThe diabetic retinopathy rat model induced by intraperitoneal injection of streptozotocin (STZ) shows similarities in the development of retinal lesions and ultrastructural changes to human diabetic retinopathy. With its easy manipulation and higher succes rate, the model can be potentially used for pathological, etiologic and therapeutic study of retinopathy.

　　[KEY WORDS]diabetic retinopathy; retina/ultrastructure; models, animal; rats

　　糖尿病视网膜病变(DR)是糖尿病病人在眼部的常见并发症之一，在发达国家已成为主要的致盲眼病[1]。对早期DR的发病机制仍在探讨中，建立与人类DR有相似特征的动物模型，以用于DR的基础及临床治疗是目前研究的热点之一。本研究采用化学药物链脲佐菌素(STZ)诱导大鼠糖尿病模型，对成模后的大鼠视网膜进行视网膜组织形态学、视细胞及毛细血管超微结构的观察，以探讨该动物模型在DR研究中的应用价值。

　　1 材料和方法

　　1.1 实验动物及分组

　　选择清洁型雄性SD大鼠60只，体质量200～250 g，由青岛市药检所实验动物中心提供。所有大鼠均饲养在标准化动物中心，单笼标准饲料喂养，自由进食和饮水，室温18～22 ℃。随机分为对照组(CON组)及实验组的糖尿病1个月组(DM1组)、糖尿病3个月组(DM3组)、糖尿病6个月组(DM6组)，每组大鼠15只。

　　1.2 大鼠糖尿病模型的建立

　　实验组应用STZ(Sigma公司产品)诱发糖尿病。血糖测定使用美国强生Lifescan公司生产的One Touch血糖仪和标准血糖试纸。用0.001 mmol/L柠檬酸盐缓冲液配成10 g/L的STZ。实验组大鼠按60 mg/kg剂量左下腹腔内注射STZ。72 h后取尾血测血糖及尿糖。凡血糖≥16.7 mmol/L及尿糖阳性的大鼠定为糖尿病模型。

　　1.3 检测指标

　　成模后每周测1次尿糖，每月测1次血糖、24 h尿量和体质量。

　　1.4 组织学处理

　　各组大鼠饲养到期后，行腹腔麻醉，摘除眼球，环行剪开角膜缘，置40 g/L多聚甲醛固定24 h，梯度乙醇脱水，石蜡包埋切片。

　　1.5 视网膜超薄切片制备及透射电镜观察

　　每组随机选择5只大鼠，行腹腔注射麻醉，摘除眼球，于角膜缘后0.5 mm沿赤道方向环行剪开眼球，去除眼前节，将含视网膜的眼杯放入25 g/L戊二醛溶液固定2 h;显微镜下剥离视网膜，取颞上及颞下视网膜组织，切成1.5 mm×2.0 mm大小长方形组织块，用PBS缓冲液冲洗，四氧化锇固定2 h,梯度乙醇、丙酮逐级脱水后,EPON812浸透包埋。首先切成1 mm厚半薄片做光镜定位，然后制备超薄切片，常规醋酸双氧铀、枸橼酸铅染色，用Philips EM208s透射电镜观察视网膜毛细血管及视细胞的超微结构。

　　1.6 统计学处理

　　实验数据用±s表示，数据由SPSS 10.0统计软件包进行处理，统计学分析采用F检验、t检验。

　　2 结 果

　　2.1 实验大鼠情况

　　对照组大鼠每日饮水量少，尿量少，毛色光滑，体质量随周龄增大而稳步增长，实验过程中无死亡大鼠;45只腹腔注射STZ大鼠于72 h后，血糖和尿糖均达成模标准。实验组大鼠成模后第2周即出现多饮、多食、多尿等糖尿病症状，体质量减小，DM3组和DM6组各有1只大鼠因消瘦、进食困难死亡。

　　2.2 血糖、尿糖、24 h尿量及体质量检测

　　15只正常对照组大鼠尿糖均阴性，实验组大鼠尿糖>。实验组大鼠血糖水平明显高于对照组(F=266.33,q=31.27～34.19,P<0.001)，尿量明显高于对照组(F=561.03,q=37.47～56.20,P<0.001)，体质量明显小于对照组(F=527.37,q=37.00～49.12,P<0.001)。见表1。

　　2.3 各组视网膜组织形态学变化

　　光学显微镜下每只眼球计数10张后极部视网膜神经节细胞数目，每只眼球测量10张后极部视网膜厚度。实验组大鼠视网膜组织较正常对照组大鼠视网膜组织各层厚度变薄，视细胞数目随月龄增加而逐渐减少(图1～3)。实验组大鼠视网膜神经节细胞数目与对照组比较，1个月组差异无显著意义(t=0.99，P>0.05);3、6个月组差异有显著意义(t=10.28、47.15,P<0.001)。见表2。表1 各组大鼠血糖、24 h尿量和体质量情况比较表2 各组大鼠视网膜神经节细胞数目

　　2.4 视网膜毛细血管超微结构改变

　　对照组视网膜毛细血管由内皮细胞、周细胞和基底膜构成，内皮细胞位于管腔面，外侧有连续的基底膜和周细胞包绕，内皮细胞和周细胞内异染色质分布均匀，细胞器、细胞核形态正常(图4)。DM1组毛细血管内皮细胞及周细胞核膜轻微凹陷，异染色质聚集靠边，管腔未变形(图5)。DM3组内皮细胞水肿，胞质内饮胞增多，线粒体肿胀，核染色质聚集、靠边，管腔变形不显著;周细胞线粒体肿胀，嵴消失;毛细血管基底膜增厚，电子密度明显增大(图6)。DM6组内皮细胞肿胀变形，核染色质凝聚靠边，核变形，线粒体明显肿胀，并见空泡变性;基底膜增厚显著，电子密度增加;内皮细胞的胞质向管腔内指状突起，管腔明显狭窄，甚至闭塞(图7)。

　　2.5 视网膜视细胞超微结构改变

　　正常大鼠视网膜视细胞外节膜盘结构清晰，排列整齐且平行，内节椭圆体内线粒体沿周边排列，结构正常;外核层由视细胞胞体和胞核组成，细胞排列整齐。DM1组见膜盘局部模糊不清，间隙略扩大。DM3组膜盘间隙进一步扩大，局部溶解、断裂(图8)。DM6组大鼠视细胞外节膜盘间隙扩大明显，结构模糊不清，断裂、溶解，可见空泡，外核层细胞核固缩;内节椭圆体内线粒体水肿，排列不规则(图9)。

　　3 讨 论

　　DR是糖尿病严重的微血管并发症之一，其发病率高达38%～90%，成为致盲的主要原因[1,2]，已引起人们广泛重视。而目前DR的研究多采用动物实验，DR动物模型是在糖尿病模型上建立起来的。常用的实验动物有猴、猫、狗、猪、鼠等，实验动物模型主要分为自发性遗传性动物模型、诱发性动物模型、转基因动物模型[3]。建立理想的DR实验动物模型是以其疾病的发生、病理变化等方面与人类DR具有相同或相似的特征为目的，这对于深入探讨人类DR的发病机制、病理改变及预防、治疗等有着重要的意义。

　　本实验建立的糖尿病动物模型是诱发性动物模型的一种，使用STZ作为化学性诱导剂。其作用机制是通过诱导胰腺产生大量的氧自由基从而造成β细胞损伤，导致血胰岛素下降和血糖升高，形成胰岛素依赖型糖尿病模型。通过一次性腹腔注射均达成模标准，成模率达100%。在实验过程中，糖尿病大鼠在3个月组和6个月组各死亡1只，均死于极度消瘦、不能进饮食，死亡率为4.4%，明显低于相关文献报道的结果[4]，可能与STZ使用浓度较低以及对大鼠的周密护理有关。

　　本组糖尿病大鼠视网膜病理组织学观察显示，各层组织变薄、视网膜神经细胞数目减少;视细胞外节膜盘间隙扩大、结构模糊;内节椭圆体内的线粒体水肿、排列紊乱等，证明在糖尿病早期视网膜即有形态学的变化，为DR早期病人视功能检查提供了形态学依据。通过对糖尿病大鼠视网膜微血管超微结构观察显示，视网膜毛细血管内皮细胞水肿，胞质内饮胞增多，线粒体肿胀，核染色质聚集靠边;周细胞线粒体肿胀，嵴消失;毛细血管基底膜增厚，电子密度增加;内皮细胞的胞质向管腔内突起，管腔狭窄，甚至闭塞。视网膜微循环内屏障是由毛细血管内皮细胞、连续的基底膜及周细胞构成的，该屏障的破坏是糖尿病病变的标志之一，是糖尿病病人失明的常见原因[5]。HOSODA等[6]认为，毛细血管内皮细胞及周细胞的改变可导致毛细血管通透性改变，基底膜对维持血管壁的通透性也起着重要作用，视网膜的渗出性改变与基底膜的增厚和损伤有关。管腔狭窄闭塞后，可形成无细胞毛细血管[7]，进而导致视网膜形成无灌注区。这些形态学变化与DR早期病人眼底变化相一致。

　　本研究应用STZ诱导建立糖尿病大鼠视网膜病变模型，造模方法简单、可靠，重复性好，成功率高，用药后发病迅速。通过对视网膜及微血管的形态学及超微结构变化的观察，我们认为应用STZ诱导建立的糖尿病大鼠视网膜病变模型与人类早期视网膜病变的发生、发展具有相似的特征，应用此模型可对DR发病机制、药物治疗等方面进行研究。

　　【参考文献】

　　[1]ROBISON W G, LAVER N M, JACOT J L. Efficacy of treatment after measurable diabeticlike retiopathy in galactosefed rats [J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 1997,38(6):10661073.

　　[2]王娈,綦玉琴. 2型糖尿病视网膜病变危险因素分析[J]. 齐鲁医学杂志, 2006,21(3):243244.

　　[3]李才锐,姜德泳. 糖尿病视网膜病变动物模型[J]. 国外医学：眼科学分册, 2005,29(1):44.

　　[4]李明新. 早期大鼠实验性糖尿病视网膜病变模型的建立及观察[J]. 徐州医学院学报, 2005,25(5):436440.

　　[5]VINORES S A, VAN NIEL E, SWERDLOFF J L, et al. Electron microscopic immunocytochemical demonstration of bloodretinal barrier breakdown in human diabetics and its association with idose reductase in retinal vascular endothelium and retinal pigment epithelium[J]. Histochem, 1993,25(9):648663.

　　[6]HOSODA Y, OKADA M, MATSUMURA M, et al. Epiretinal membrane of proliferative diabetic retinopathy: an immunohistochemical study [J]. Ophthalmic Res, 1993,25(5):289294.

　　[7]HAMMES H P, LIN J, RENNER O, et al. Pericytes and the pathogenesis of diabetic retinopathy[J]. Diabetes, 2002,51(10):31073112.